Abstract
Bakgrunn
JCV er en DNA-polyomavirus svært godt tilpasset mennesker. Selv JCV DNA er påvist i kolorektal kreft (CRC), forblir sammenhengen mellom JCV og CRC kontroversielt. I Kina har tilstedeværelsen av JCV infeksjon i CRC-pasienter som ikke blitt rapportert. Her undersøkte vi JCV-infeksjon og viral DNA belastning i kinesiske CRC pasienter og for å avgjøre om JCV DNA i perifert blod (PB) kan brukes som en diagnostisk markør for JCV relaterte CRC.
metodikk /hovedfunnene
tumorvev, ikke-cancerøse tumor tilstøtende vev og PB prøver samlet fra 137 CRC-pasienter. I tillegg ble 80 normale tykktarms vevsprøver fra pasienter uten CRC og PB prøver fra 100 friske frivillige også høstet som kontroller. JCV DNA ble oppdaget av nestet PCR og glass slide-baserte dot blotting. Viralt DNA belastning av positive prøver ble bestemt ved kvantitativ real-time PCR. JCV DNA ble påvist i 40,9% (56/137) av CRC vev ved en virusmengde på 49,1 til 10,3 × 10
4 kopier /ug DNA. Tretti-fire (24,5%) ikke-kreft kolorektal vev (192,9 til 4,4 × 10
3 kopier /ug DNA) og 25 (18,2%) PB prøver (81,3 til 4,9 × 10
3 kopier /ug DNA) fra CRC pasientene var positive for JCV. Tumorvev hadde høyere nivåer av JCV enn ikke-kreft vev (
P
= 0,003) eller PB prøver (
P
0,001). Ingen sammenheng mellom tilstedeværelsen av JCV og demografiske eller medisinske egenskaper ble observert. Den JCV utbredelse i PB prøvene ble signifikant assosiert med JCV status i vevsprøver (
P
0,001). Eleven (13,8%) normal kolorektal vev og sju (7,0%) PB prøver fra friske donorer var positive for JCV.
Konklusjon /Betydning
JCV-infeksjon er ofte til stede i kolorektale svulstvevet CRC pasienter. Selv om sammenhengen mellom JCV tilstedeværelse i PB prøver og JCV status i vevsprøver ble identifisert i denne studien, om PB JCV deteksjon kan tjene som en markør for JCV status for CRC krever videre studier
Citation. Mou X, Chen L, Liu F, Lin J, Diao P, Wang H, et al. (2012) Utbredelse av JC virus i kinesiske pasienter med tykktarmskreft. PLoS ONE 7 (5): e35900. doi: 10,1371 /journal.pone.0035900
Redaktør: Herman Tse, The University of Hong Kong, Hong Kong
mottatt: 30 november 2011; Akseptert: 23. mars 2012; Publisert: 11 mai 2012
Copyright: © 2012 Mou et al. Dette er en åpen-tilgang artikkelen distribueres under betingelsene i Creative Commons Attribution License, som tillater ubegrenset bruk, distribusjon og reproduksjon i ethvert medium, forutsatt den opprinnelige forfatteren og kilden krediteres
Finansiering:. Denne studien ble finansiert med tilskudd fra Kinas National Science and Technology Major Prosjekt nr 2012ZX10002006-003, National Basic Research program of China (973 program) nr 2007CB513001 og Qiu Shi professoratet fra Zhejiang University til CX. Finansiører hadde ingen rolle i studiedesign, datainnsamling og analyse, beslutning om å publisere, eller utarbeidelse av manuskriptet
Konkurrerende interesser:.. Forfatterne har erklært at ingen konkurrerende interesser eksisterer
Innledning
John Cunningham virus (JCV) er en allestedsnærværende, små, ikke-kappekledde polyomavirus med en lukket, sirkulær, dobbelttrådet DNA genomet som ofte befinner seg i nyrene hos friske individer og utskilles i urinen en stor del av den voksne befolkning. JCV-infeksjon er subklinisk og fører til livslang ventetid, men kan bli reaktivert når immunsystemet er svekket [1] – [3]. JCV er assosiert med sykdom primært i immunkompromitterte individer og dens replikasjon i gliaceller kan føre til progressiv multifokal leukoencefalopati (PML), en ofte dødelig sykdom i sentralnervesystemet [4]. Som andre polyomaviruses, koder JCV en versjon av et stort T-antigen som kan binde seg til og inaktivere tumor p53 og pRB og interferere med flere celle-signalveier [5] – [7]. Dessuten har JCV genomiske DNA-sekvenser og T-antigen ekspresjon blitt detektert i en rekke humane tumorcelletyper, inkludert oligodendrocytes, astrocytom, glioblastom, ependymomas, og de fleste andre typer av hjernesvulster [8], noe som indikerer at JCV infeksjon kan være forbundet med humane kreftutvikling.
i den senere tid JCV ble også funnet i ikke-nevrale kreftformer, slik som gastrisk [9] og lunge kreft [10]. JCV infeksjon ble først rapportert som en potensiell risikofaktor for tykktarmskreft (CRC) i et arbeid av Laghi et al. [11], som fant at 96% av CRC vev var positive for JCV DNA-sekvenser. Senere har andre studier blitt publisert som viser at JCV sekvenser ble funnet i 26% -88,9% av CRC vev, med utvalgsstørrelsene varierer 18-105 [12] – [15]. I kontrast, har andre studier i ettertid vist at ingen påviselig JCV DNA var til stede i kolorektal vev indikerer ingen sammenheng mellom JCV og tykktarm neoplasi [16] – [17]. JCV utbredelse i ulike CRC prøvesettene kan skyldes forskjeller i analyse følsomhet over studier, forurensning mellom prøvene, eller geografiske plasseringer av den valgte befolkningen. Selv om påvisning av tilstedeværelsen av tumor virale komponenter er det første trinnet å karakter rolle JCV i CRC karsinogenese, ytterligere bevis, for eksempel høy virusmengde, er nødvendig for å støtte en kausal rolle. Imidlertid har bare to studier nevnte virusmengde av JCV i CRC [11], [15]. Tatt i betraktning de kontroversielle rapporter om etiologien av JCV i CRC, ser det ut til at sammenhengen mellom JCV-infeksjon og CRC må undersøkes nærmere.
Mange studier har vist at JCV DNA eller antigener kan påvises i perifert blod (PB) eller serum. Virale komponenter påvist i blodet har historisk sett vært antatt å ha sin opprinnelse fra metastasized kreftceller eller fra virusholdige cellerester kaster fra en lokal infeksjon side [18]. Selv om to prospektive case-control studier har blitt utført for å bestemme sammenhengen mellom JCV seropositive og CRC utvikling [19] – [20], det har vært noen rapport som beskriver tilstedeværelsen av JCV DNA i blodet av CRC pasienter publisert hittil. I denne studien undersøkte vi forekomsten av JCV i kinesiske CRC pasienter for å finne en potensiell forholdet. I tillegg undersøkte vi om JCV DNA i PB er egnet som en diagnostisk markør for JCV relaterte CRC.
Metoder
Etikk uttalelse
Dette prosjektet ble godkjent av etikk Committee of First Affiliated Hospital, College of Medicine, Zhejiang University, Hangzhou, Kina. Skriftlig informert samtykke ble gitt av pasienter og kontroller.
Kliniske prøver
Alle kliniske prøver ble oppnådd mellom mai 2007 og oktober 2011 fra pasienter innlagt på First Affiliated Hospital, College of Medicine, Zhejiang University (Hangzhou, Kina). Tumorvev, ikke-kreft tumor tilstøtende vev og PB prøver fra 137 tilfeldige CRC pasienter (gjennomsnitts pasientens alder, 62.99, rekkevidde, 27-86 år) ble samlet mindre enn tre måneder etter at CRC diagnose. Pasienter som gjennomgår kirurgi for tilbakefall ble ekskludert. Ikke-kreft svulst-tilstøtende vev ble oppsamlet fra et område ~15 cm distalt fra svulsten. I tillegg 80 colorectal vev fra ikke-patologisk slimhinnen hos pasienter som gjennomgår kolonoskopi for vurdering av funksjonelle forstyrrelser slik som diaré eller forstoppelse som ikke er relatert til kreft eller inflammatorisk tarmsykdom (IBD) og 100 PB prøver fra friske donorer ved fysisk undersøkelse uten noen historie av kreft eller polypp diagnose ble oppsamlet som kontroller. Vevsprøver ble delt; en del ble oppbevart for histopatologisk analyse, og den andre overført til cryotubes, umiddelbart frosset i flytende nitrogen og lagret ved -196 ° C for videre analyse. Alle prøvedata ble registrert i en prøve samling database.
DNA ekstraksjon
ca 50 mg av hver vevsprøve ble homogenisert i en 2 ml sterilt rør med 1 ml av 0,09% natriumklorid-løsning ved hjelp en elektrisk homogenisator (PRO Scientific, Oxford, CT, USA). For å minimalisere kryss-forurensning mellom prøvene, ble proben vasket i friskt sterilt vann tre ganger, 40% hydrogenperoksidløsning to ganger, 75% etanol to ganger og oppvarmet i en 95% etanol-brenner i 3 minutter mellom prøver. Fire hundre mikroliter av hver PB prøve ble anvendt for DNA-isolasjon. DNA av hver prøve ble ekstrahert med MasterPure DNA Purification Kit (Epicentre Bioteknologi, Madison, WI, USA) i henhold til produsentens anvisninger. For å bekrefte integriteten til DNA ekstrahert, PCR glyceraldehydes fosfat dehydrogenase (GAPDH) primere ble gjennomført som beskrevet tidligere [21].
Nøstet PCR for JCV genomet
Nøstet PCR amplifisering ble utført ved hjelp et sett av primere for T-antigenet som tidligere beskrevet [13]. I korthet, det 173 bp målet for JCV T-antigen ble først amplifisert ved hjelp av primerne JCT-1F (5′-AGT CTT TAG GGT CTT CTA-3 «) og JCT-1R (5»-GGT GCC AAC CTA TGG AAC AG-3 «). Første runde PCR tilstand ble denaturert ved 95 ° C i 10 minutter, etterfulgt av 30 sykluser med denaturering ved 95 ° C i 15 sekunder, annealing ved 55 ° C i 30 s og forlengelse ved 72 ° C i 30 sek. Nestet PCR ble utført ved å bruke 2 mL av første runde produkt som en mal, med primere JCT-1F og JCT-2R (5»-TGA AGA CCT GTT TTG CCA TG-3 «). Den nestede PCR-tilstand ble denaturert ved 95 ° C i 10 minutter, etterfulgt av 30 sykluser med denaturering ved 95 ° C i 15 sekunder, annealing ved 60 ° C i 30 s og forlengelse ved 72 ° C i 30 sek. Den nestet PCR prosedyren forsterket et 110 bp målsekvens. For å unngå potensielle PCR falske positive resultater, ble to vannkontroller inkludert for første runde PCR og nestet PCR. Hvis enten kontroll av de to vannkontrollene ga et falskt positivt i den nestede PCR, det hele sett av PCR og nestet PCR ble startet på nytt med et nytt reagens. For hver prøve ble 1 ul DNA amplifisert ved nestet PCR. Fire mikroliter hver forsterkning produkter ble analysert ved elektroforese på 2% agarosegel og etidiumbromidfarging.
Glass slide-baserte dot blotting
De nestede-PCR-produktene ble renset med MinElute PCR Purification Kit (QIAGEN, Hilton, Tyskland) og til slutt eluert i 10 ul EB-buffer (10 mM Tris-Cl, pH 8,5). Purified DNA-prøver ble blandet med ett volum av DMSO, og prikket inn overflater aminosilan lysbilder (CapitalBio, Beijing, Kina) som tre gjentak med SmartArrayer spotter (CapitalBio, Beijing, Kina). Etter baking i 1 time ved 80 ° C, ble objektglassene skylt i 0,2% SDS i 5 minutter og renset ved vasking med DDH
2O. TAMRA-merket oligonukleotid-probe (JCT-sonde, 5′-GTT GGG ATC CTG TGT TTT CAT CAT C-3 «) ble innkjøpt fra Invitrogen (Shanghai, Kina) og fortynnet til en konsentrasjon på 10 uM. Hybridisering ble utført ved 45 ° C i 2 timer. Objektglassene ble vasket i 2 x SSC /0,2% SDS ved 42 ° C i 5 minutter, og til slutt i DDH
2o ved 42 ° C i 5 minutter. Glassene ble tørket ved sentrifugering og skannet med en GenePix 4100 scanner (Axon, Union, USA). Bilder ble analysert med GenePix Pro 5.0 software (Axon).
Kvantifisering av virusmengde ved real-time PCR
En SYBR Grønn real-time PCR-metoden ble benyttet for å bestemme JCV virusmengde i prøver som beskrevet av Chapagain [22]. Spesielt, primere RT-JCT-F (5′-AGA GTG TTG GGA TCC TGT GTT TT-3 «) og RT-JCT-R (5′-GAG AAG TGG GAT GAA GAC CTG TTT-3») ble brukt i real-time PCR rettet mot en sekvens av T-antigen-genet, som produserer et 78 bp-produkt under reaksjonen. JCV virusmengde kvantifisering ble utført på Bio-Rad CFX96 Real-time PCR Detection System bruker 200 ng av templat-DNA, 10 mL av SYBR Grønn PCR Master Mix (Takara, Dalian, Kina) og 4 pmol hver av forover og bakover primere. Termiske sykluser ble igangsatt med en første denatureringstrinn ved 95 ° C i 30 sekunder, etterfulgt av 40 sykluser på 95 ° C i 5 s og 60 ° C i 15 s og forsterknings fluorescens ble overvåket ved 60 ° C ved slutten av hvert syklus. En standardkurve ble konstruert ved å bruke serielle fortynninger (1,0-10
7 kopier av JCV DNA) av JCV T-antigen-plasmid. Tre sett ble utført for hver prøve og real-time PCR-data ble analysert ved hjelp av Bio-Rad CFX manager programvare. Den gjennomsnittlige kopiantall i prøvene ble beregnet i henhold til standardkurven og ble representere som kopier av viral DNA per mikrogram genomisk DNA.
Statistiske metoder
Demografiske karakteristikker ble sammenlignet mellom CRC pasienter (C) og kontroller (ikke-CRC pasienter (N) eller friske donorer (H)) ved hjelp av
Students t
-test for numeriske variabler og χ
2 test for kategoriske variabler. Sex, tobakk eksponering, alkoholbruk, bosted, familiehistorie med CRC, ble patogene scenen og svulststedet forhold mellom JCV-positive og -negative CRC-pasienter ved hjelp av χ
2 test. Differensiering status ble sammenlignet mellom JCV-positive og -negative CRC pasienter ved hjelp av Fishers eksakte test. Den nøyaktige logistisk regresjonsmodell justert for alder, ble brukt til å estimere sammenhengen mellom JCV infeksjon og CRC. R statistisk programvare (v 2.12.0, www.r-project.org/) ble brukt for statistisk analyse. I alle analysene, en
P
-verdi 0,05 ble ansett som statistisk signifikant
Resultater
Demografiske karakteristikker av 137 CRC pasienter, 80 ikke-CRC pasienter og 100 friske donorer. er til stede i tabell 1. CRC pasientene var eldre enn ikke-CRC pasienter (
P
0,001), men ble ikke observert noen forskjell mellom CRC pasienter og friske donorer. Familiehistorie med CRC var mer vanlig blant CRC pasienter versene ikke-CRC pasienter eller friske donorer, men forskjellene var ikke statistisk signifikant (
P
= 0,491 for C vs N,
P
= 0,162 for C vs H).
Alle prøvene var positive for GAPDH kontroll, noe som indikerer tilstrekkelig integritet av prøvene. De negative kontrollene i begge runder av PCR viste ingen tegn til reagenskontaminasjon. Ved hjelp av nestet PCR, ble JCV T-antigen-nukleotid-sekvens påvises på 40,9% (56 av 137) av tumorvev og 24,8% (34 av 137) av tumor-tilstøtende vev fra CRC-pasienter (figur 1). PCR-produktene ble bekreftet som ekte JCV sekvenser av glass-skyve rekke analyse (figur 1B). Vi fant både matchet par av svulstvevet og ikke-kreftvev fra 17,5% (24 av 137) av CRC pasientene var positive for JCV DNA. 23,4% (32 av 137) og 7,3% (10 av 137) av pasientene hadde JCV DNA bare i tumorvev eller ikke-kreft tumor-tilstøtende vev, henholdsvis (figur 1C). 18,2% (25 av 137) av PB prøver fra CRC pasientene var positive for JCV DNA. En signifikant høyere JCV nærvær ble observert i CRC-vev, sammenlignet med ikke-kreft tilstøtende vev (OR, 2,089; 95% CI, 1,213 til 3,636;
P
= 0,007) og PB prøver (SV, 3.084; 95% CI, 1,729 til 5,619;
P
0,001). JCV tilstedeværelse i PB prøvene var positivt assosiert med JCV status i vevsprøver (
P
0,001); Det var imidlertid ikke relatert til pasientens alder, kjønn, tobakk eksponering, alkoholbruk, bosted, familiehistorie med CRC, patologisk stadium og tumor-området, men hadde en tendens til å øke med differensiering av CRC vev, men denne trenden var ikke statistisk signifikant (tabell 2 ). Sammenlignet med vev fra CRC pasienter, bare 13,8% (11 av 80) av kolorektal vev fra ikke-CRC pasientene hadde påvisbare JCV DNA. I den ikke-parameteren statistisk analyse, JCV frekvenser i CRC-pasienter og ikke-CRC-pasientene var signifikant forskjellig. Siden en alder av de to gruppene skilte seg, ble sammenhengen mellom JCV-infeksjon og CRC anslått av nøyaktige logistisk regresjonsanalyse, korrigert for alder. Den OR av JCV forbundet CRC risikoen var statistisk signifikant (OR, 6,611; 95% CI, 2,928 til 14,929;
P
0,001). Blant PB prøver fra 100 friske frivillige, fant vi at kun 7% (7 av 100) var positive for JCV DNA, som var lavere enn JCV positive andelen i PB prøver fra CRC pasienter (eller 0,339; 95% CI, 0,118 -0,852;
P
= 0,021)
(A) 110 bp fragment ble forsterket fra DNA isolert fra matchet prøver av tykk- og endetarmskreft (øvre) og normal tumor tilstøtende vev (lavere) med. nestet PCR. M: DL 2000 DNA Marker (Takara); P: positiv kontroll; N1: første runde negativ kontroll; N2: andre-runde negativ kontroll. (B) Bilder fra JCV nested-PCR produkt arrays. Nestede-PCR produktene av tumorvev (til venstre) og normal tumor tilstøtende vev (til høyre) ble oppdaget på overflater aminosilan lysbilder som tre gjentak, hybridiserte med TAMRA-merket oligonukleotidprobe og endelig visualisert ved AXON skanner. (C) Tallene for JCV-positive prøvene i 137 matchede par av svulstvev, ikke-kreft tilstøtende svulstvev og PB prøver fra CRC pasienter.
Virusmengden i JCV-positive prøver fra CRC pasienter ble bestemt av en kvantitativ real-time PCR (QRT-PCR). Virusmengden i tumorvev varierte 49,15 til 1,03 × 10
4 kopier /ug DNA (gjennomsnitt ± SD, 3795.64 ± 3054,58). Egentlig de absolutte kopiere numre for JCV DNA i CRC svulster var lavere enn ett eksemplar per celle. Lav JCV virusmengden ble observert i 34 JCV-positive, ikke-kreft, tumor tilstøtende vev (range, 192,85 til 4,44 × 10
3 eksemplarer /ug DNA; gjennomsnitt ± SD, 1470.09 ± 887,12) og 25 PB prøver ( rekkevidde, 81,30 til 4962,99 kopier /ug DNA, gjennomsnittlig ± SD, 945.17 ± 1140,39). Tumorvev hadde signifikant høyere nivåer av JCV DNA enn ikke-kreft tumor tilstøtende vev og PB prøver (figur 2).
JCV positive prøvene bestemmes av nestet PCR ble analysert ved hjelp QRT-PCR. Blot representerer gjennomsnitt kopiantall (3 replikere brønner) av JCV DNA for svulstvev, ikke-kreftvev og PB, henholdsvis, og barer representerer beregnet medianverdier.
P
-verdier ble beregnet ved bruk av Wilcoxon test.
Diskusjoner
I denne studien ble JCV påvist i 40,9% av CRC vev og 24,8% av ikke-kreft kolorektale vev, som var i den mellomliggende posisjon av T-antigen hastighet i tidligere studier (tabell 3). Flere mulige årsaker står for mangelen på enighet blant disse studiene, inkludert potensiell forurensning under prøvetaking og prosess under DNA-ekstraksjon og PCR forsterkning. Mange studier ikke rapportere ethvert skritt for å kontrollere falske positive resultater [11] – [12], [14]. I denne studien, unngikk vi falske positive resultater som nevnt i vår tidligere studie [21]. Følsomheten av fremgangsmåten er kritisk, da en lav JCV virusmengde i kolorektal vev har blitt dokumentert [15]. Immunhistokjemi, PCR, nestet PCR og Q-RT-PCR er blitt anvendt for å detektere JCV [11], [14] – [15], [23]. JCV DNA ble påvist i 1% og 0% av CRC vev i to store studier [16] – [17] ved anvendelse av en generell PCR-analyse, som er kjent for å ha lavere følsomhet. Nestet PCR er en svært følsom teknikk for å påvise JCV. Mindre PCR mål har blitt funnet å være lettere enn forsterket lange sekvenser for JCV deteksjon [11]. Som beskrevet av Hori et al. [13], vi brukte en nestet PCR med primer sett rettet mot en 110 bp JCV T-antigen sekvens, som var i stand til å oppdage så få som en kopi av JCV DNA (data ikke vist). Det har vært en hypotese den supercoil topologien til meget homologe JCV DNA kan begrense PCR-amplifikasjon effektivitet [11]. Men vi fikk ikke bruke topoisomerase behandling før PCR forsterkning som beskrevet av Laghi et al. [11], som kan føre til en noe lavere hastighet av JCV infeksjon. Alder, kjønn, region og livsstil av en utvalgt populasjon kan alle bidra til varierende priser av JCV-infeksjon (tabell 3). Den amerikanske CRC befolkningen er oftest valgt i tidligere studier, hvor JCV DNA ble funnet i 0% -96% av CRC vev [11], [14], [16] – [17], [24]. Motstridende resultater har blitt rapportert av to italienske forskergrupper [12], [25]. Hori et al. [13] og Lin et al. [23] identifisert JCV i 26,1% og 86,4%, henholdsvis av CRC vev fra asiatiske populasjoner. I vår studie ble JCV DNA påvist i 49,6% av kinesiske CRC pasienter.
Vi undersøkte videre tilstedeværelse av JCV DNA i vev fra ikke-CRC pasienter. I visse høyrisikopasienter, slik som de med polypp eller IBD, er forekomsten av CRC er vesentlig høyere. Derfor ble pasienter som gjennomgår koloskopi for polypp og IBD ekskludert fra kontrollgruppen før prøvetaking. Annet enn alder, var det ikke noe referansekarakteristikk signifikant forskjellig mellom CRC og ikke-CRC pasienter. Men justering for alder ikke endre tilknytningen mellom JCV infeksjon og CRC. Ved å kombinere med observasjonen av høyere forekomst av JCV i tumorvev fra CRC-pasienter, foreslår at JCV er korrelert med CRC og kan delta i CRC karsinogenese eller, alternativt, infiserer viruset tumorcellene lettere enn ikke-kreftceller.
i denne studien ble det ikke observert noen sammenheng mellom forekomsten av JCV og demografiske eller medisinske egenskaper som alder, kjønn, utdanning, klinisk stadium, og svulst området, som var i samsvar med andre studier [13], [15] . Interessant, fant vi ut at vev fra CRC pasienter som fikk kjemoterapi før prøvetakingen hadde høyere forekomst av JCV-infeksjon sammenlignet med pasienter uten kjemoterapi, men forskjellen var ikke signifikant (tabell 2). Sammenhengen mellom immunsuppresjon og økt mottakelighet for infeksjoner er godt anerkjent. Som demonstrert ved Selgrad et al. [26] i en retrospektiv studie blant levertransplanterte pasienter, immunsupprimerte pasienter har en betydelig høyere forekomst av JCV sammenliknet med immunkompetente kontroller. Kjemoterapi narkotika kan hemme immunforsvaret og gjør det mulig reaktivering av potensielt onkogene virus. CRC pasienter med en familie historie har en høyere forekomst av JCV T-Ag DNA, som er konsistent med resultatene beskrevet av Vilkin et al. [27]. JCV-infeksjon er vanligvis en asymptomatisk infeksjon og ofte oppstår i senere barndom og oppvekst, etter som at viruset forblir latent i nyrene. I tillegg til den immuntilstand som er nevnt ovenfor, kan genetisk bakgrunn også være tilknyttet i hvilken grad JCV infeksjon i CRC.
virusmengden i vevsprøver kan indikere rolle JCV i CRC karsinogenese. I denne studien ble JCV virusmengde i positive prøver fra CRC pasienter bestemmes av q-RT PCR. JCV virale kopiantall ble funnet å være høyere i tumorvev sammenlignet med ikke-kreft tumor tilstøtende vev, noe som er i overensstemmelse med tidligere studier [11], [15]. Men de absolutte kopiantall i vev var så lavt at bare en liten del av kolorektal epitelceller ble funnet å være smittet med JCV. Dette resultatet støtter forbigående effekter av JCV i cellulær transformasjon, så det kan bli brakt til taushet eller dens genom kan gå tapt under kreft progresjon ( «hit-and-run» transformasjon) [28]. En JCV infeksjon innføre T-antigen kan lett forklare utbruddet av kromosom ustabilitet i flertrinns karsinogenese, slik som tidligere foreslått for den velkjente adenom-karsinom sekvens [29].
Så langt vi kjenner til , er denne studien den første analysen av JCV DNA i PB fra CRC pasienter. Vi viste at JCV-infeksjon er vanlig i PB prøver fra CRC pasienter og indikerte JCV status i vevsprøver. I motsetning til tidligere seroepidemiological undersøkelser, kan våre resultater ikke bli brukt til å forutsi risikoen for CRC fordi alle prøver ble samlet innen tre måneder etter diagnose [19] – [20]. Videre er nærværet av JCV i PB av CRC-pasienter var høyere enn i PB fra friske donorer. Disse resultatene støttes forslaget om at JCV DNA i PB prøvene kan være en gyldig biomarkør for JCV relaterte CRC diagnose. Imidlertid ble medisinske egenskapene til friske givere registrert hovedsakelig gjennom selv rapporten som kan føre til feilklassifisering. Enda viktigere, JCV forblir nesten alltid latent i nyrene og kan lett påvises i urin [1] – [3]. Selv om viral DNA i blodet er ansett å stamme fra celler utøst fra svulstvev, opprinnelsen til JCV i PB prøvene er fortsatt ukjent.
I konklusjonen, presenterer JCV infeksjon vanligvis i CRC pasienter og kanskje for å være en risikofaktor for CRC. Vi foreslår pågående molekylære, cellulære og
in vivo
studier for å belyse mekanismene for JCV kreft å avgjøre om JCV er en utløsende agent for CRC. Selv om vi fant JCV DNA i PB prøver kan tjene som en biomarkør for JCV relaterte CRC, blir ytterligere store befolkningsbaserte studier oppfordres til å evaluere denne foreningen.
Takk
Forfatterne takker Xiaoyi Chen Li Yuan, Yiming Tang, og Xutao Hong for deres tekniske support, Michael Brown for hans kritisk lesning av vårt manuskript.
