Abstract
Pasient-avledet xenograft (PDX) modeller generert fra kirurgiske prøver blir stadig mer populært som prekliniske modeller for kreft. Imidlertid er etablering av PDX linjer fra småcellet lungekreft (SCLC) pasienter vanskelig på grunn av meget begrenset mengde av tilgjengelig biopsimateriale. Vi spurte om SCLC celler hentet fra endobronchial ultralydveiledet transbronchial nål aspirasjon (eBUS-TBNA) kunne generere PDX linjer som beholdt den fenotypiske og genetiske egenskapene til den primære svulsten. Etter vellykket eBUS-TBNA prøvetaking for diagnostiske formål, fikk vi en ekstra prøve for cytologic analyse og implantering i flankene av immunsvikt mus. Dyrene ble overvåket for engraftment i inntil 6 måneder. Histopatologiske og immunhistokjemisk analyse, og målrettede neste generasjons re-sekvensering, ble så utført på både primærprøven og den deriverte PDX linje. I alt 12 pasienter ble inkludert i studien. EBUS-TBNA aspirates ga et stort antall levedyktige kreftceller nok til å injisere mellom 18.750 og 1,487,000 celler per flanke, og for å gi mikrogram mengder av høy kvalitet DNA. Av disse prøver fra 10 pasienter generert xenografter (engraftment sats 83%) med en gjennomsnittlig ventetid på 104 dager (range 63-188). Alle unntatt en opprettholdt en typisk SCLC fenotype som tett matchet den opprinnelige prøven. Identiske mutasjoner som er karakteristiske for SCLC ble identifisert i både den primære prøven og xenograft linje. EBUS-TBNA har potensial til å være et kraftig verktøy i utviklingen av nye målretting strategier for SCLC pasienter ved å tilby et stort antall levedyktige kreftceller som passer for både xenografting og kompleks genomisk analyse
Citation. Leong TL, Marini KD, Rossello FJ, Jayasekara SN, Russell PA, Prodanovic Z, et al. (2014) Genomisk Karakterisering av småcellet lungekreft Pasient Avledet xenografter generert fra Endobronchial ultralydveiledet Transbronchial nål aspirasjon prøver. PLoS ONE ni (9): e106862. doi: 10,1371 /journal.pone.0106862
Redaktør: Prasad S. Adusumilli, Memorial Sloan-Kettering Cancer Center, USA
mottatt: 10 juni 2014; Godkjent: 02.08.2014; Publisert: 05.09.2014
Copyright: © 2014 Leong et al. Dette er en åpen-tilgang artikkelen distribueres under betingelsene i Creative Commons Attribution License, som tillater ubegrenset bruk, distribusjon og reproduksjon i ethvert medium, forutsatt den opprinnelige forfatteren og kilden krediteres
Data Tilgjengelighet:. Den forfatterne bekrefter at alle data som underbygger funnene er fullt tilgjengelig uten restriksjoner. Alle data og metadata er tilgjengelig på NIH Kort Leser Arkiv, (www.ncbi.nlm.nih.gov/sra), tiltredelse antall SRP044662
Finansiering:. Dette arbeidet ble støttet av den viktorianske Cancer Agency (www .victoriancanceragency.org.au), National Health and Medical Research Council of Australia (www.nhmrc.gov.au), og den viktorianske regjeringen Operational Infrastructure Support Program (www.business.vic.gov.au/grants-and-assistance/programs/medical-research-operational-infrastructure-program). Finansiører hadde ingen rolle i studiedesign, datainnsamling og analyse, beslutning om å publisere, eller utarbeidelse av manuskriptet
Konkurrerende interesser:.. Forfatterne har erklært at ingen konkurrerende interesser eksisterer
Innledning
Småcellet lungekreft (SCLC) står for ca 15% av alle thorax malignitet [1]. Pasienter med sykdom begrenset til brystet er behandlet med cellegift eller strålebehandling, mens pasienter med avansert sykdom behandles med kjemoterapi alene [2]. I avansert sykdom, induserer platinumbasert dublett kjemoterapi komplett respons i opp til 20%, mens kombinert kjemoterapi-strålebehandling i sykdoms begrenset til brystet produserer komplette responser i opp til 50% av pasientene [3]. Men dødelige tilbakefall innen 12 måneder forekommer i nesten alle tilfeller. I tillegg har studier av flere cytostatika, doseintensivering eller nye målrettede behandlingsformer ikke klarte å forbedre resultatet i løpet av de siste tre tiårene [3].
Nøyaktig prekliniske modeller og vevsprøver av høy kvalitet er avgjørende for utviklingen av nye kreft behandlinger. Siden kirurgisk reseksjon av SCLC er uvanlig, diagnostisering og biomarkør studier avhengige av prøver tatt ved perkutan tynn nål aspirasjon eller bronkoskopiske tang biopsi [1]. Begge teknikkene gir fint lite materiale for forskere, som fører til en tung avhengighet av konvensjonelle cellelinjer som kanskje ikke nøyaktig gjenspeiler den komplekse biologiske og genomisk heterogenitet av menneskelig sykdom [4]. Mer nylig har PDX modeller vunnet popularitet blant kreftforskere. Her kan vev oppnådd fra friske kirurgiske prøver bli implantert inn i mus med immunsvikt og opprettholdt som en ubegrenset kilde av tumor materiale som ligner den primære svulsten [4] – [7]. I tillegg, «co-klinisk» forsøkene er nå mulig, der pasient og mus får samme behandling [8]. Men gjør den begrensede tilgjengeligheten av høy kvalitet SCLC vev slik tilnærming ekstremt utfordrende [4].
eBUS-TBNA er en ny utvikling i diagnostisk bronkoskopi som tillater svært nøyaktig aspirasjon prøvetaking av svulster og lymfeknuter i tilknytning til i luftveiene som ikke er synlige ved konvensjonell bronkoskopi [9]. Siden SCLC er vanligvis forbundet med mediastinalt lymfadenopati [1], er eBUS-TBNA en ideell måte å skaffe materiale for diagnose og iscenesettelse. Derfor testet vi muligheten for å bruke levende celler hentet fra eBUS-TBNA sampling til å generere PDX linjer fra SCLC pasienter.
Materialer og metoder
Etikk
Menneskelig eksperimentering ble foretatt med informert, skriftlig samtykke i samsvar med politikken til National Health and Medical Research Council of Australia, Monash Helse, Melbourne Helse og Helsinkideklarasjonen. De kliniske og forskningsprotokoller ble godkjent av en australsk Flersteds Menneskelig forskningsetiske komité (protokoll # HREC /12 /SHA /8). Dyreforsøk ble godkjent av Monash University dyreetikk komité (Protocol # 09072A), og er utført i samsvar med National Health and Medical Research Council of Australia og National Research Council. Human avliving av mus ble utført med inhalert karbondioksid anestesi i henhold til institusjonelle og nasjonale retningslinjer.
Pasienter og studiedesign
Pasienter med mistanke om lungekreft omgår eBUS-TBNA som en del av rutinemessig klinisk omsorg ga informert samtykke for en ekstra biopsi for å bli tatt for forskningsformål. De som ble funnet å ha SCLC ble deretter tatt med for analysen presentert nedenfor.
eBUS-TBNA
Alle prosedyrer ble utført som ambulant fremgangsmåter som tidligere beskrevet [10], i overensstemmelse med britisk Thoracic Society retningslinjer [11] under sedasjon sammen med aktuell luftveier anestesi ved hjelp av lidokain 2%. Alle prosedyrer ble utført under anvendelse av en dedikert lineær oppstilling bronkoskop (BF-UC180F-OL8, Olympus, Tokyo, Japan). Ultralydbilder ble behandlet av en dedikert Doppler-modus ultralyd skanner (EU-ME1, Olympus, Tokyo, Japan).
Den første prøven ble innhentet i henhold til standard kliniske protokoller. De første 3 dråper av aspirer ble gjenfunnet på en positivt ladet lysbilde, lufttørket, og deretter samtidig fiksert og farget med Diff-Quik protokollen og vurderes på stedet av en cytopathologist. Resten av prøven ble deretter plassert i en steril løsning, og transporteres til den diagnostiske patologi laboratorium hvor det sentrifugeres, fiksert i formalin, innstøpt i parafin og snittet for rutine histopatologi og immunhistokjemisk analyse. Når på stedet Diagnosen ble bekreftet, ble en andre prøve så tatt til forskningsformål.
Behandling av forskning eBUS-TBNA prøven
Hele forsknings prøven ble gjenfunnet i et sterilt 1,5 ml Eppendorf rør som er lagt på våt is, og deretter transportert umiddelbart til laboratoriet. Is-kaldt, sterilt fosfatbufret saltvann (PBS) tilsatt til prøven for å lage et totalvolum på 500 mL, og deretter sentrifugert ved 1000 g i 5 sekunder. Prøven ble deretter forsiktig blandet med en 1 ml pipette og plassert på is. Prøven blir deretter fordelt som følger: (i) 200 pl ble overført til en Nunc kryorør og lagret ved -80 ° C for påfølgende DNA-rensing; (Ii) 50 ul ble smurt på en positivt ladet lysbilde, lufttørket og deretter farget med Diff Quik-protokollen til å bestemme svulst celle renhet; (Iii) 50 ul ble overført til et nytt Eppendorf-rør, og kraftig gnidd ut med en 200 ul pipette for å mekanisk å disaggregert cellene fulgt av telling ved anvendelse av et hemocytometer for å bestemme total celle nummer; (Iv) de resterende 200 ul ble anvendt for å generere PDX. Det totale antall kreftceller injisert ble beregnet ved å bestemme antall kreftceller sett i Diff-Quick farget lysbilder som andel av alle kjerneholdige celler ved gjennomsnitt grevene av 10 tilfeldige felt på 40X.
generasjon PDX linjer
eBUS-TBNA prøve ble blandet med et like stort volum av iskald Matrigel (BD Biosciences), plassert i en steril 1 ml sprøyte avkortet med en 26 G nål og umiddelbart transportert til dyret innretningen. Under aseptiske betingelser ble cellesuspensjonen injisert subkutant inn i høyre flanke av en NSG mus (NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl /SzJ). Disse dypt dyr med immunologiske forstyrrelser er avledet fra NOD /SCID-stamme med tillegg av en homozygot interleukin-2-reseptor gamma-kjeden knockout, og er maksimalt effektiv mot å etablere xenografttumorer fra et lite antall av donorceller [12]. Når primær engraftment ble oppnådd, ble PDX linjer deretter passert i nakne mus som tidligere beskrevet [4].
Immunohistochemistry
Farging ble utført på 5 mikrometer formalinfiksert, parafininnebygd seksjoner som beskrevet [13 ], ved hjelp av Vectastain Elite ABC Kit (Vector Laboratories, PK-6101) og mus på mus Basic Kit (Vector Laboratories, BMK-2202). Antistoffer og fortynninger var som følger: kanin-polyklonalt anti-NCAM (CD56) en neural og nevroendokrine markør, (H-300) (Santa Cruz Biotechnology, sc-10735), 1:200; kanin monoklonalt anti-TTF1 (EP1584Y, Novus Biologicals, NB100-8006), 1:400; mus monoklonalt anti-synaptophysin (Ventana Clone SP11, pre-utvannet).
Målrettet re-sekvense
Snap frossen eBUS og PDX prøver ble brukt til å generere renset DNA ved hjelp av Qiagen DNeasy kit (# 69504) med Qiagen RNase A behandlingsalternativ (# 19101) i henhold til produsentens instruksjoner. DNA ble analysert og kvalitetssikret bruk av qubit 2,0 fluorimeter (Invitrogen # Q32866) i henhold til produsentens instruksjoner.
Målrettet re-sekvensering ble utført ved hjelp av Ion AmpliSeq omfattende kreft panel v2 (Life Technologies # 4477685), som rettet eksoner av 409 tumorsuppressorgener og onkogener. Bibliotek byggingen ble utført ved hjelp av Ion AmpliSeq Bibliotek Kit 2.0 (Life Technologies, # 4478379) og bibliotekmaler var forberedt og strekkode for sekvensering ved hjelp av Ion OneTouch System i henhold til produsentens anvisninger. Fire strekkode prøvene ble multiplekset per Ion PI Chip (Life Technologies) og sekvensert på Ion Proton Sequencer System (Life Technologies). Sekvense leser ble behandlet ved hjelp av Ion Torrent Suite-programvare v 4.0.2 (Life Technologies). De-multipleksede prøvene ble undersøkt for sekvense kvalitet og høy kvalitet sekvensering leser ble kartlagt til hele hg19 menneskelige genom (UCSC versjon, februar 2009). Variant Funnet ble utført ved hjelp av Torrent Variant Caller v 4.0 (Life Technologies), en software plug in for Ion Torrent Suite-programvaren. Eksempel identifiserte varianter ble slått sammen og sammenlignet under anvendelse VcfTools [14] og SnpSift [15]. Variant funksjonell annotering ble utført ved hjelp SnpEff [15], og SnpSift med dbNSFP [16], en database for funksjonell annotering av ikke-synonyme varianter. Alle data og metadata er tilgjengelig på NIH Kort Leser Arkiv, (www.ncbi.nlm.nih.gov/sra), tiltredelse antall SRP044662.
Resultater
Pasient og eksempel egenskaper
i alt 12 pasienter med bekreftet diagnose av SCLC ble inngått i studien, og er oppsummert i Tabell 1. eBUS prøver ble tatt fra definerte nodal stasjoner, eller fra store massene i paratracheal, hilar eller mediastinum regioner. Alle prøver ble vurdert ved hjelp av rutinemessige cytopatologi kriterier som å være konsistent med en diagnose av SCLC. Der det er tilgjengelig, ble celleblokker seksjonert og H E farget seksjoner bekreftet diagnosen. Immunhistokjemisk farging av celleblokkseksjoner ble utført for synaptophysin, CD56 og Thyroid transkripsjonsfaktor 1 (TTF1) i 8, 2 og 1 tilfeller henholdsvis.
generasjon PDX linjer
tumorceller ble gjenvunnet i forsknings prøven i 12 sammenhengende sakene, og ble analysert og implantert i flankene av NSG mus som beskrevet ovenfor. Antallet av tumorceller injisert varierte fra mellom 18 750 og 1,487,000 celler per flanke. DNA-ekstraksjon ble deretter retrospektivt utført på 10 prøver som på en vellykket generert xenotransplantater ved hjelp av frosne porsjoner av det samme antall celler som ble brukt til å etablere den PDX. Dette ga mellom 0.31μg og 11,12 mikrogram høy kvalitet genomisk DNA egnet for neste generasjons sekvensering analyse.
Først passasje PDX svulster dukket opp mellom 63 og 188 dager etter implantering (gjennomsnittlig 104 dager). Etter innpoding og vekst til en størrelse på 800 mm
3, den første passasje mottaker mus ble avlivet, tumoren ble dissekert fra den tilhørende hud og muskel, og en formell mus nekropsi utført. Det er ingen metastatiske lesjoner ble identifisert i noen av dyrene. Friske tumorprøver (4-5 mm
3) ble tatt og hurtigfrosset for etterfølgende DNA-ekstraksjon, og en ytterligere prøve ble fiksert i formalin og seksjonert for histopatologisk og immunohistokjemisk analyse. De resterende tumor var så mekanisk disaggregert, og 1 x 10
6 celler gjen implantert i flankene av 5 nye mottaker naken atymiske mus. Når disse tumorene nådde en størrelse på 800 mm
3, tumoren ble samplet på en identisk måte, og 1 x 10
6 prøver ble deretter kryopreservert.
Av de 10 vellykkede transplantater, 9 beholdt en typisk SCLC fenotype, samt å uttrykke typiske immunhistokjemiske markører av en ondartet svulst nevroendokrine ved passasje 1 og 2. Representative bilder fra hele prøvesett er vist i figurene 1 og 2, og en detaljert eksempel er vist i Figur 3. en PDX linje, LX109, viste egenskaper som samsvarer med en stor celle nevroendokrine svulster, inkludert større atomkjerner med distinkte nukleoli, fremtredende eosinofil cytoplasma, og usammenhengende farging for CD56 (figur S1). Med begrenset diagnostisk materiale tilgjengelig en anmeldelse, er vi i stand til å avgjøre om dette representere utvekst av en undergruppe av store celle kreftceller fra de eksperimentelle prøven. Et sammendrag av disse dataene er vist i tabell 2.
Scale bar = 30 mikrometer. H E = haemotoxylin og eosin flekken. Tomme rutene indikerer at prøven ikke var tilgjengelig.
Scale bar = 30 mikrometer. Tomme rutene indikerer at prøven ikke var tilgjengelig.
A. Diff-Quick farget cytologi smøre av diagnostisk eBUS-TBNA prøven. Scale bar = 15 mikrometer. B. Diff-Quick farget cytologi smøre av eksperimentell eBUS-TBNA prøven. Scale bar = 15 mikrometer. C. haematoxylin og eosin farget del av den diagnostiske celleblokk. Scale bar = 30 mikrometer. D. Diagnose celle blokk farget for CD56. Scale bar = 30 mikrometer. E. hematoksylin og eosin farget delen av den deriverte xenograft. Scale bar = 300 mikrometer. F. hematoksylin og eosin farget delen av den deriverte xenograft. Scale bar = 30 mikrometer. G. Seksjon for derivatet xenograft farget for CD56. Scale bar = 30 mikrometer. H. Seksjon for derivatet xenograft farget for TTF1. Scale bar = 30 mikrometer.
Målrettet re-sekvense
For å fastslå effekten av engraftment og passasje på genomiske integriteten til våre PDX modeller, vi ansatt en målrettet, neste generasjons sekvensering strategi for å identifisere exonic mutasjoner i primær eBUS prøven og dens deriverte passasje-2 xenograft. Genomisk DNA fra begge prøvene ble analysert ved hjelp av Ion Ampliseq Comprehensive Cancer Panel sekvensert på Ion Torrent plattform (Life Technologies). Dette systemet forsterker og sekvenser de kodende eksoner av 409 gener som driver mutasjoner har blitt identifisert.
Antall kartlagt sekvense leser varierte fra 16 til 26 millioner, de fleste av dem på mål (over 97% i alle prøvene ), med et minimum sekvens dybde av dekning i de målrettede regioner av 1000 ganger (tabell S1). Høy ensartethet av dekningen ble observert for alle prøvene, som strekker seg 85-92% (tabell S1). Det totale antall varianter detektert for hver primærprøve er vist i tabell 3, sammen med det totale antall kodeområdevarianter. Antallet kodeområdevarianter i hver prøve delt med hver tilsvarende xenograft varierte 55-92% (gjennomsnitt 81,4%). Hele sett variant kaller for hver prøve er tatt med som et Excel-regneark i File S1
Betydelige varianter ble identifisert som de spådd å (i) resultat i rammeskifte, tull eller essensielle spleisesete mutasjoner.; eller (ii) missense varianter forventes å forringe proteinfunksjon med en SIFT [17] stillingen ≤0.05. Delte kodende region varianter ble deretter filtrert ved hjelp av følgende eksklusjonskriterier: (i) kjent germline SNP’er (ii) sannsynligvis tilfeldige mutasjoner (https://mutagenetix.utsouthwestern.edu); og (iii) varianter i genene ofte mutert i kreft som sannsynligvis vil være til ingen funksjonell betydning [18]. Disse variantene er oppført i tabell S2. Vi neste rangert de berørte genene i henhold til deres mutasjonsfrekvensen i den kosmiske database (https://cancer.sanger.ac.uk/cancergenome/projects/cosmic) med en rapportert forekomst ≥5%. Som vist i figur 4, når det felles driver mutasjoner var til stede i den primære prøven, ble de konservert i tilsvarende xenograft. Mutasjoner stede bare i primærprøve (
IGFR1
,
TET1
,
mTOR
) og bare i xenograft (
RB1
,
NTRK1
) ble observert i syv primære utvalgs-xenograft parene (figur 4). Mutasjoner i
KRAS
, mer typisk for lunge adenokarsinom, ble ikke oppdaget.
Gener er rangert etter% i henhold til sin utbredelse i den kosmiske database. Mutasjoner oppdaget i både den primære prøven og xenograft vises
Diskusjoner
PDX-modeller har nylig dukket opp som en måte mer nøyaktig modellering terapeutiske tiltak [5] -. [7] utfallet [12], [19] og som kilde til høy kvalitet materiale for neste generasjons sekvensering [20]. Vanligvis har generering av lungekreft PDX linjer vært begrenset til bruk av kirurgisk reseksjon materiale som kilde av levedyktige tumorceller [19], [21], [22]. Siden mindre enn 20% av lungekreftpasienter gjennomgår kirurgi, denne tilnærmingen begrenser etablering av PDX linjer til tidlig stadium lunge cancer. Videre SCLC er nesten aldri kirurgisk reseksjon, som understreket av de siste hele genomet studier [23], [24]. I vår første beskrivelse av tre SCLC PDX linjer, vi hentet materiale fra bronkoskopiske biopsier i sjeldne tilfeller der endobronchial lesjoner kan lett identifiseres [4], [20]. Nylig Hodgkinson
et al product: [25] beskrev vellykket generasjon av 4 SCLC PDX linjer fra sirkulerende tumorceller fra 6 pasienter, understreker den aggressive natur av disse svulstene, samt potensialet for å generere medgjørlig modeller fra minimal invasiv teknikker.
så vidt vi vet, er dette den første beskrivelsen av eBUS-TBNA prøver som en plattform for generering av PDX linjer. Siden SCLC mye mer vanlig presenterer som intra-thorax lymfadenopati eller mediastinale masse, kan eBUS-TBNA potensielt gi engraftable prøver fra nesten alle pasienter, og dermed dramatisk utvide potensialet for prekliniske modellering i denne sykdommen. Manglene ved PDX modeller, spesielt mangelen på et vertens immunsystem, er godt beskrevet [5] – [7]. Likevel øker bruken av disse modellene drevet av bevis for at PDX linjer beholde hovedtrekkene i den primære svulsten som er irreversibelt tapt i konvensjonell vev kultur [4] – [7]. For eksempel, gjør SCLC PDX linjene ikke svare på monoterapi behandling med BCL2 antagonist ABT737 i motsetning til xenograft modeller avledet fra konvensjonelle SCLC cellelinjer [26]. Våre data viser nå at SCLC PDX linjer avledet fra eBUS-TBNA beholde de karakteristiske trekk ved den primære svulsten.
En pågående bekymring med hensyn til PDX modeller er deres evne til å opprettholde genotype av primærtumor. Gitt de relativt lite antall celler hentet fra eBUS-TBNA prøver, kan vi ikke fastslå om PDX genotype representerer utvidelse av en mer aggressiv subklon basert på genomisk heterogenitet modell [27], [28]. Selv om våre data viser tydelig at godt beskrevet driver mutasjoner er bevart i våre eBUS-TBNA PDX linjer i minst 2 passasjer, disharmoni i deteksjon av flere mutasjoner tyder på at prosessen med xenografting kan velge for genetisk distinkte subkloner avledet fra svært heterogene primærprøver . I tilfelle en gang (LX105), en mutasjon i
RB1
ble observert bare i PDX linjen, noe som indikerer at noen xenograft linjer kan være mer nyttig som frittstående modell, snarere enn som identiske kopier av pasientens opprinnelige tumor.
den mengden og kvaliteten på DNA tilgjengelig fra eBUS utvalget åpner for detaljert, høy dybdesekvensering analyse i motsetning til mer begrensede sammenligninger som kan gjøres mellom sirkulerende tumorceller og derivat PDX linjer [25]. Interessant, prøven som genererte PDX linjen LX109, som vokste frem som en LCNEC svulst, manglet mutasjoner ofte sett i SCLC, noe som tyder på at molekylær analyse av eBUS-TBNA prøver kan legge til presisjon av konvensjonelle patologiske og cytologiske kriterier. Siden strukturelle varianter i genene som
MYC
,
MYCN Hotell og
SOX2
er godt beskrevet i SCLC [23], [24], vår tilnærming til å generere PDX linjer fra eBUS-TBNA prøver kan også tjene som en plattform for mer intensiv avhør bruker WGS-analyse for å fastslå effekten av xenografting på kromosom ustabilitet i SCLC.
Våre resultater også markere potensialet for eBUS-TBNA prøver som en kilde til høy kvalitet DNA for molekylær patologi analyse. Flere grupper har vist at retrospektiv analyse av faste eBUS-TBNA prøver kan anvendes for å identifisere klinisk handlings mutasjoner i lungekreft [29] – [33], og at høy kvalitet DNA, RNA og protein kan oppnås fra disse prøvene [34] , [35]. Våre data utvide disse studiene ved å vise at nylig isolerte eBUS-TBNA prøvene kan generere høy kvalitet DNA egnet for massivt parallell målrettet re-sekvensering som unngår formalin gjenstanden, og som kan kontrolleres nøye for stromal artefakt.
har vist at i SCLC, er eBUS-TBNA en praktisk og minimal invasiv teknikk som kan generere høykvalitets DNA for neste generasjons sekvensering, og kan brukes som en kilde av levedyktige tumorceller som innpode i immundefekte mus med ekstremt høy effektivitet. Videre disse grafts beholde viktige trekk ved den primære svulsten, inkludert mutasjoner som er karakteristisk for SCLC. Disse data tyder på at eBUS-TBNA er en teknikk der luftveis leger og thorax kirurger kan generere prøver som kan danne grunnlag for romanen preklinisk forskning, og til slutt, handlings molekylær diagnostikk i SCLC og andre intra-thorax malignitet.
Hjelpemiddel Informasjon
Figur S1.
Funksjoner av prøven LX109 og dens deriverte xenograft. A. Diff-Quick farget cytologi smøre av diagnostisk eBUS-TBNA prøven. Scale bar = 15 mikrometer. B. Diff-Quick farget cytologi smøre av eksperimentell eBUS-TBNA prøven. Scale bar = 15 mikrometer. C. Hematoxylin og eosin farget del av den diagnostiske celleblokk. Scale bar = 30 mikrometer. D. Diagnose celle blokk farget for CD56. Scale bar = 30 mikrometer. E. Hematoxylin og eosin farget delen av den deriverte xenograft. Scale bar = 300 mikrometer. F. Hematoxylin og eosin farget delen av den deriverte xenograft. Scale bar = 30 mikrometer. G. Seksjon for derivatet xenograft farget for CD56. Scale bar = 30 mikrometer. H. Seksjon for derivatet xenograft farget for TTF1. Scale bar = 30 mikrometer
doi:. 10,1371 /journal.pone.0106862.s001 plakater (TIF)
Tabell S1.
Oppsummering av kartlegging statistikk over NGS eksperimenter
doi:. 10,1371 /journal.pone.0106862.s002 plakater (DOC)
Tabell S2.
Funksjonelt betydelige varianter delt mellom primærprøve og xenograft
doi:. 10,1371 /journal.pone.0106862.s003 plakater (DOC)
File S1.
Ufiltrert variant kaller tvers av alle prøvene
doi:. 10,1371 /journal.pone.0106862.s004 plakater (XLS)
bekreftelser
Forfatterne takker den australske kreftforskning Stiftelsen Centre for Cancer Genomisk medisin for sin støtte og teknisk assistanse.
